que método usaria pr distinguir 2 protozoários,sendo que 1 só nada pra frente e outro pode nadar de ré.?

Question

Num laboratório super-equipado.

Answer 1

NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

O padrão para a redução da exposição do trabalhador a patógenos baseia-se na adoção de precauções gerais como um método de controle de infecção:
a)devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou avental quando se manipulam fezes ou outras amostras;
b)as mão devem ser lavadas com sabão desinfectante ao entrar no laboratório e após a retirada das luvas;
c)as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora dele;
d)nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório;
e)evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre a bancada de trabalho;
f)deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada de trabalho deve ser limpada com desinfetante ou uma solução de hipoclorito a 50% antes e depois do trabalho;
g)todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou recipiente adequado para descarte;
h)derramamentos devem ser cobertos com desinfetante ou solução de hipoclorito a 50% e toalhas absorventes ou areia. Após 10 minutos, recolher o material contaminado em um saco plástico ou outro recipiente adequado.












MICROSCÓPIO

O microscópio é usado em muitos setores dos laboratórios clínicos para visualizar estruturas ou células pequenas demais para serem vistas a olho nu.
Devido ao fato do microscópio ser um instrumento delicado e caro, cuidados especiais devem ser tomados com o seu uso, limpeza e armazenamento.

Partes de um microscópio:
Ajuste grosseiro ou macrométrico - o controle que ajusta a posição das objetivas do microscópio; usado para o focar inicialmente o microscópio.
Ajuste fino ou micrométrico – o controle que ajusta a posição das objetivas; usado para o foco preciso do objeto depois de ter sido focado com o micrométrico.
Ocular - lente de aumento que está mais próxima do olho do examinador. O aumento usual é de 10 vezes (10 x).
Objetiva - lente de aumento que está mais próxima do objeto a ser examinado no microscópio. A objetiva pode ser de pequeno aumento (10 x), objetiva de grande aumento (40,43 ou 45 x) e a objetiva de imersão a óleo (95, 97 ou 100 x).
Condensador – aparelho localizado abaixo da platina do microscópio que direciona a luz para a objetiva se for baixado ou elevado. Baixando o condensador vai haver um aumento de espécimes não corados.
Diafragma – aparelho que regula a quantidade de luz que chega ao espécime examinado no microscópio.
Distância de trabalho - é a distãncia entre a objetiva e a lâmina quando o objeto está em foco bem nítido. Quanto maior o aumento, menor a distância. O macrométrico não deve ser usado quando se usa o maior aumento, para evitar que a objetiva acidentalmente bata na lâmina e esta seja danificada.




















1. COPROLOGIA - estuda as fezes.
1.1.E.P.F. :Estágios usuais de diagnósticos:
- ovos e larvas de helmintos;
- trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários.
*OBS: A maioria dos parasitas intestinais é diagnosticada pelo E.P.F.- urina, escarro, secreções urogenitais, aspirados, tecidos, conteúdo duodenal e espécimes obtidos por biópsia - identificação de certas espécies.

2. IDENTIFICAÇÃO SEGURA E CORRETA DE UM PARASITA:
A.Critérios morfológicos – colheita bem-feita e boa preservação das amostras fecais.
* Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado - pequeno valor diagnóstico
B.Técnicas especiais.
C.Um único EPF negativo – sem valor diagnóstico.
D.Exame macroscópico das fezes deve sempre preceder ao exame microscópico - vermes adultos, proglotes – sem presença de ovos no bolo fecal.

3. COLHETA DE MATERIAL: Qualquer evacuação do dia.
3.1. FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:
A. Fatores a considerar:
-Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 250ml, vedação hermética (impede o derrame e preserva a umidade).
-Volume: exames macro e microscópico satisfatórios – enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g – diferentes técnicas.
-Não deve haver demora entre a coleta e a realização do EPF.
-Drogas e compostos químicos:
•Tetraciclinas- flora intestinal normal- diminuição ou ausência temporária de organismos nas fezes- parasitas alimentam-se de bactérias intestinais - intervalo de 2 a 3 semanas após a administração.
•Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de bário) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos.

B. Informações necessárias:
- Nome do paciente.
- Número de identificação.
- Nome do médico.
- Data e horário da coleta.
-Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento laboratorial.
*OBS; Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos (AIDS) - protegidos por um invólucro de plástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.

C. Números de amostras: varia de acordo com:
*Qualidade de amostra.
*Análise realizada.
*Gravidade da parasitose.

3.2. AMOSTRAS MÚLTIPLAS:
A possibilidade de encontrar parasitas aumenta pelo exame de amostras múltiplas, em razão:
A . da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.
B . dos estágios dos protozoários.
C . das limitações das técnicas de diagnósticos.
D. intermitência da passagem de certos parasitas. Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura emitem ovos com certa continuidade – detectados diariamente nas fezes.
-Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos de 2 a 8 dias.
-Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6 amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias.

OBS:
* antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras – 2 evacuações normais e 3ª , depois da administração de um laxante.
* após o tratamento:
-Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas após o tratamento.
-Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6 semanas.

3.3. FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES:
A.Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) – estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e estrongiloidíase.
B.Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistos e trofozoítas.
C.Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio – menos danos morfológicos aos parasitas.
*OBS: Não são indicados óleos minerais – alterações nos parasitas.
D.Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato ao laboratório; caso contrário – uma fração da amostra em PVA.
E.Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta.

4. ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:
A . Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.
B . Amostras pastosas: examinar uma hora após a evacuação.
-Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado.
*OBS: CRITÉRIOS DE COLETA E EXAME INADEQUADOS – LABORATÓRIO DEVERÁ SOLICITAR UMA AMOSTRA ADICIONAL.

5. PRESERVAÇÃO: (amostras fecais não enviadas imediatamente ao laboratório).
A . Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários e prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e larvas de helmintos
B . Tipos de Preservação:
*Temporária: refrigeração (3–5°C) em recipientes hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos , larvas e cistos viáveis vários dias.
Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas.
* Permanentes: (trofozóitas , cistos, ovos e larvas).
-fixadores: solução de formaldeído, mertiolato-iodo-formaldeído, álcool polivinílico (PVA).
*OBS: solução de formaldeído – vantagem: fixa os oocistos e destrói seu poder patogênico.

6. OUTRAS AMOSTRAS:
*Enteroparasitas – diagnóstico pelo exame das fezes.
*Outras amostras: urina, escarro, secreções urogenitais, raspados anais, aspiradores de abscessos, conteúdo duodenal – favorecem o diagnóstico de vários parasitas.

6.1 Urina: Diagnóstico de infecções por T. vaginalis (urina recente e 1ª micção matinal).

6.2 Escarro: Encontra-se estágios de larvas de A. lumbricoides , S. stercoralis e de anciolostomídeos, protozoários como E. histolytica e o organismo parasita P. carinii. O escarro é examinado a fresco com solução de iodo .

6.3. Secreção Urogenital: T. vaginalis – secreção urogenital do homem e da mulher.

6.4. Swab Anal: E. vermiculares – ovos depositados na região perianal – nas fezes: os ovos são detectados em não mais de 5% dos indivíduos infectados.

6.5. Aspirados de Abscessos:
•Abscessos pulmonares: P. carinii, E. histolytica.
•Abscessos hepáticos: E. histolytica.
•Aspiração do líquido hidático: no momento da cirurgia para a extirpação do cisto (hidátide).
•Material de gânglios linfáticos, baço, fígado e LCR: T. cruzi (doenças de chagas).

6.6. Conteúdo Duodenal: Recuperar e diagnosticar larvas de S. stercoralis, protozoários como G. lamblia.

7. MÉTODOS E TÉCNICAS:
7.1. MÉTODOS: Envolvem procedimentos diretos. Ex: Exame direto a fresco para a pesquisa de ovos, larvas e cistos nas fezes.
7.2. TÉCNICAS: Incluem condutas, reagentes e instrumentos. Ex: Sedimentação espontânea.

OBJETIVO DAS TÉCNICAS:
1ª) aumentar o número de cistos, ovos ou larvas;
2ª) eliminar a maioria dos detritos fecais
3ª) apresentar os organismos em estado inalterado.

TIPOS DE TÉCNICAS:
- FLUTAÇÃO: -FLUTUAÇÃO SIMPLES e CENTRIFUGO – FLUTAÇÃO.
- SEDIMENTAÇÃO: - SEDIMENTAÇÃO SIMPLES e CENTRÍFUGO – SEDIMENTAÇÃO.

- TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:
•Princípio: Baseia-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, a fim de que esses organismos flutuem na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade) .
•Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal.
•Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificultando a identificação – exame dentro de 10 a 20 minutos.
•Técnicas de flutuação mais usadas: - solução saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco ( Faust) ...

- TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:
•Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Apresenta uma ação inversa à flutuação: os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico.
•Objetivos: Aumento do número de ovos operculados, larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos.
•Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dos parasitas mais difícil do que pelas técnicas de flutuação.
•Técnicas de sedimentação mais usadas: - Lutz (água corrente); -Hoffman, Pons & Janer (HPJ) (água corrente); -Ritchie (formalina – éter); - Blagg (mertiolato-iodo –formaldeído) (MIF)...
*OBS: Recomenda-se o uso conjunto das técnicas de flutuação e sedimentação na rotina laboratorial – conduta impraticável para a maioria dos laboratórios.

8. PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS:
8.1. EXAME MACROSCÓPICO: Amostras fecais não preservadas – exame macroscópico – determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermes adultos.
*OBS: Exame macroscópico antecede exame microscópico.
•Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificada em:
-Fezes formadas.
-Semiformadas.
-Pastosas.
-Líquidas (diarréia).
•Estágios morfológicos de enteroparasitas em relação às varias categorias de consistência das fezes:
-Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas mucossanguinoletas.
-Cistos de protozoários – fezes formadas ou semiformadas.
-Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras fecais.
*OBS: Formas trofozoíticas degeneram mais rapidamente do que as formas císticas – amostras fecais líquidas ou pastosas devem ser examinadas o mais rápido possível. (1ª amostras líquidas ou pastosas – 2ª amostras semiformada ou formadas).
-Amostras fecais e relação clínica:
•Presença de sangue e muco – manifestações patológicas do trato gastrointestinal.
•Sangue oculto –infecção parasitária ou outras condições anormais.
•Fezes com colorações variadas – ingestão de diferentes produtos químicos, medicamentos ou alimentos .
* verduras ricas em clorofila- fezes esverdeadas.
* dieta láctea- coloração amarelada.
* sais de ferro – preto esverdeado.

•Realização do exame macroscópico:
A . Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado – anotar as características coletar vermes adultos ou proglotes de tênias desejadas .
B . Tamização: Emulsionar as fezes com água. Coar a emulsão através de peneira metálica- pia – com jato fraco de água corrente.
vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos (pequenos helmintos), proglotes e escólices.
* OBS: Poderão ser encontrados helmintos adultos nas amostras fecais e ausência dos ovos.

8.2. EXAME MICROSCÓPICO:
A . Método Direto: esfregaços a fresco – mais usado na rotina do laboratório- permite visualizar: protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos, larvas e pequenos adultos).
B . Técnicas de Concentração: obtenção de melhores resultados.
C. Exame Microscópico das fezes evidência:
- Elementos fecais normais.
- Ovos, larvas e pequenos adultos de helmintos.
- Trofozoítas, cistos e oocistos de protozoários.
- Hemácias (raramente encontradas, pois são lisadas com rapidez pelas enzimas digestivas) –presença: ulceração ou problemas hemorrágicos.
- Leucócitos (neutrófilos): indicativos de inflamação.
- Leucócitos (eosinofilos): resposta imune – pode ou Ter relação com infecção parasitária.
- Outras informações: cristais de oxalato de cálcio, fungos e leveduras, fibras vegetais,etc...

9. PRECAUÇÕES NO LABORÁTORIO DE PARASITOLOGIA: luvas, avental, cuidados na manipulação, uso de hipoclorito de sódio (bactérias e vírus patogênicos).

10. RESULTADO DO E.P.F.: É qualitativo – deve-se usar: “Negativo para a amostra analisada” ou “Não foram encontrados cistos, ovos ou larvas de parasitas”.
*OBS: Resultados quantitativos : em desuso.

11. TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO OU ENRIQUECIMENTO:
1) MIF:
•FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em um sistema éter-mertiolate.
•INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de larvas, ovos de helmintos e cistos de protozoários.
Colocar em tubo de centrifuga 2 ml de MIF, 2 ml de éter sulfúrico e uma porção de fezes, aproximadamente a um grão de ervilha. Misturar e centrifugar a 2500 r.p.m . durante 3 a 5 minutos. Despejar o sobrenadante, colocar parte do sedimento entre a lâmina e lamínula, corado com lugol e examinar ao microscópico.

2) MÉTODO DE RITCHIE :
•FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em sistema formol-éter (a solução de formol-éter a 10% deve ser preparada paralela a execução da técnica).
•INDICAÇÃO: tem como atributo principal a concentração que realiza de cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos.
•Esta técnica é também referida como processo pelo formol- éter (sua concentração é superior a técnica de Faust).
01.Preparar uma suspensão de fezes em água de torneira, aproximadamente 2.0 g para 20 ml. Misturar bem .
02.Filtrar através de gaze dobrada, com auxílio de um pequeno funil, para 2 tubos de centrifugação.
03.Centrifugar o filtrado por 60 segundos a 2500 r.p.m
04.Decantar.
05.Adicionar 2 ml de solução de formol a 10% agitar vigorosamente e deixar em repouso por 3 minutos.
06.Adicionar 2 ml de éter comercial. Agitar bem e centrifugar por um minuto a 2500 r.p.m.
07.Decantar. Juntar 2 gotas de lugol ao sedimento, agitar e examinar ao microscópio.

3) MÉTODO DE WILLIS:
•FUNDAMENTO: flutuação de ovos de helmintos e cistos de protozoários em uma solução saturada de NaCl em água a 30%.
•INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de ovos de helmintos e cistos de protozoários.
01.colocar num pequeno vidro de 3 cm 1 g de fezes, mais ou menos, mistura-las com uma solução de NaCl saturada, de maneira que a superfície do líquido atinja a borda superior do recipiente.
02.Colocar uma lâmina sobre a boca do vidro e deixá-la nesta situação por 20 minutos.
03.Levantar a lâmina, invertendo rapidamente sua posição para evitar a queda dos ovos; examinar sob pequeno aumento todo o material assim obtido.

4) MÉTODO DE FAUST E COLS.:
A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al. (1939), na qual a solução saturada de cloreto de sódio foi substituída pela solução de sulfato de zinco.
•FUNDAMENTO: Fundamenta-se na propriedade que apresentam certos ovos de Helmintos de flutuarem na superfície de uma solução de densidade elevada e de aderirem ao vidro.
•INDICAÇÃO: Este procedimento simples e eficiente está indicado para pesquisa de ovos com densidade especifica baixa como os de Ancilostomídeos.
•TÉCNICA: Seguir o mesmo procedimento preconizado na técnica da solução saturada de cloreto de sódio (Willis), substituindo o NaCl pelo ZnSO4.

5)TÉCNICA DE ENRIQUECIMETO DE CHARLES E BARTHELEMY:
•FUNDAMENTO: Centrífugo-sedimentação.
•INDICAÇÃO: Consiste em concentrar, em pequeno volume, uma maior quantidade de cistos, ovos e larvas de parasitas.
•TÉCNICA:
- SOLUÇÃO A: Solução salina de NaCl a 9% (9ml): Formol comercial (1ml).
- SOLUÇÃO B: Ácido cítrico (12g), Água (86ml) Formol comercial (2ml).
Em um copo graduado ou em um becker, fazer uma emulsão semilíquida de material fecal com SOLUÇÃO A. Coar com gaze, colocar em tubo de centrífuga e concentrar a 2000 rpm durante 1 minuto.
Decantar a camada superior e emulsionar o sedimento com a SOLUÇÃO B até 2/3 do tubo: adicionar 1/3 de éter sulfúrico, agitar energicamente e centrifugar novamente a 2000 rpm. Durante 1 minuto. Perfurar o disco formando entre as 2 camadas e centrifugar igualmente.
Decantar o líquido e examinar o sedimento entre lâmina e lamínula, c0rado com lugol. SOLUÇÃO A: limpa o sedimento. / SOLUÇÃO B: deposita e concentra o sedimento.

6) TÉCNICA DE HOFFMAN, PONS & JANER OU LUTZ (HPJ):
•FUNDAMENTO: Ovos e cistos tendem a sedimentar na água, que auxilia na diminuição de contaminação bacteriana, muco e gordura. Não serve para trofozoítos de protozoários.
•FINALIDADE: Pesquisa de ovos e cistos em fezes, especialmente para pesquisa de S. mansoni.
• TÉCNICA:
Diluir 2 g de fezes em 10 ml de água em um copo. Deixar nestas condições mais ou menos 10 minutos, até amolecerem.
Emulsionar com bastão de vidro.
1)Juntar mais 10ml de água e misturar.
2) Coar com gaze dobrada 4 vezes, recolhendo-a em um copo cônico (copo para sedimentação) no qual ocorrerá a sedimentação espontânea do material a ser examinado.
3)Acrescentar mais ou menos 200ml de água.
4)Deixar em repouso até sedimentar (2 a 24 horas).
5)Decantar.
6)Retirar parte do sedimento com pipeta de Pasteur.
7)Colocar uma gota do mesmo sobre a lâmina e adicionar uma gota de lugol.
8)Cobrir com lamínula.
9)Examinar ao microscópio.
OBS.: Pode-se preparar 2 esfregaços: 1 com lugol e outro sem.
•DESVANTAGEM DA TÉCNICA: demorada.

7) MÉTODO DE BAERMANN MODIFICADO
•FUNDAMENTO: Este método é baseado no HIDRO-TERMO-TROPISMO positivo das larvas pela ação da gravidade.
•INDICAÇÃO: É um método seletivo para PESQUISA DE LARVAS E NÃO ESPECÍFICO, pois podemos encontrar cistos e ovos de outros parasitas.
•TÉCNICA:
Estender, sobre uma gaze dobrada em quatro, 8 a 10 g de fezes.
01.Colocar este material assim preparado em um coador e este em um cálice de sedimentação (cônico) cheio de água morna (45°C).
02.Deixar em repouso durante 1 hora; as larvas dirigir-se-ão para o fundo do cálice.
03.Com auxílio de uma pipeta de Pasteur, colher do fundo do cálice (sedimentação) uma porção de mais ou menos 2 ml, colocar em um vidro de relógio ou em lâmina de microscópio e examinar (sem lugol).
OBS.: Não se deve colocar lugol, pois o mesmo mata as larvas.
- A temperatura deve permanecer constante.
-Fezes líquidas não são adequadas para este método. Quando as mesmas se apresentarem liquefeitas pode-se acrescentar uma porção de fubá ou farinha de milho para torna-las um pouco pastosas.

PESQUISA DE Enterobios vermiculares (COLETA LOCAL)
8) MÉTODO DE GRAHAM (OU FITA ADESIVA)
01.A coleta poderá ser feita no laboratório ou instituir o paciente para que o faça em casa, de preferência.
02.Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça higiene ou troque de roupas, fazer a coleta do material.
03.Fixar sobre uma lâmina limpa e desengordurada uma tira de fita durex um pouco menor que o comprimento da lâmina. Nas extremidades colar 2 tiras de papel, as quais servirão de suporte para segurar e também para a identificação.
04.No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da lâmina. Com a face adesiva voltada para fora, colocar um tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna (sem cola), como suporte, segurando nas tiras de papel.
05.Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o ânus.
06.Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina, procurando evitar a formação de bolhas de ar.
07.Examinar ao microscópio com pequeno aumento, percorrendo todos os campos.
OBS.:
- Pode-se utilizar 1 a 2 gotas de lugol entre a fita adesiva e a lâmina.
- É freqüente o encontro de ovos de Taenia sp., Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e outros.
- Outros métodos com papel de celofane não superam a técnica descrita e são menos higiênicos.

9) IDENTIFICAÇÃO DE PROGLOTES DE TAENIA - MÉTODO PELO ÁCIDO ACÉTICO.
01.Colocar a(s) proglote(s) a ser(em) identificada(s) em pequeno recipiente contendo ácido acético glacial.
02.Decorridos pelo menos 15 minutos, retira-la e comprimi-la entre duas lâminas.
03.Examinar sob iluminação intensa (artificial).
04.Os caracteres do útero e suas ramificações permitirão distinguir se a proglote grávida em exame é de T. solium ou T. saginata.
05.É aconselhável utilizar lâminas largas para comprimir as proglotes como medida de cautela para uma eventual contaminação do examinador, através de ovos do parasita (principalmente em se tratando da T. solium).
06.O mecanismo de ação do ácido acético está baseado na dissolução de sais, calcários e carbonato de cálcio que impregnam o corpo do parasita.
♠Taenia saginata: proglotes grávidas: útero com ramificações laterais finas, dicotômicas e numerosas.
♣Taenia solium: proglotes grávidas: útero com ramificações espessas, dendríticas e em pequena quantidade.
*OBS.: pelo encontro de ovos de taenia nas fezes não podemos dizer se a espécie é solium ou saginata. RESULTADO: OVOS DE Taenia sp. Somente pelo encontro de proglotes, podemos determinar a espécie, após executar a técnica diferencial.





ANÁLISE MICROSCÓPICA DAS FEZES

1)MÉTODO DIRETO

a)Identificar a lâmina com um lápis de cera;
b)Colocar uma gota de salina no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol na metade direita da lâmina;
c)Com o auxílio de um abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra e misture com a gota de solução salina;


d)Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol;

e)Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar bolhas de ar;


f)Percorra todos os campos da lâmina.




EXAME LABORATORIAL DAS FEZES


pH

As fezes são, geralmente, aquosas, ácidas e fermentativas. O pH das fezes está relacionado ao pH da dieta alimentar e com os gases desprendidos durante o processo de putrefação. Normalmente a reação é neutra ou levemente ácida.

VARIAÇÃO NORMAL: 6,8 – 7,2
•pH ácido:
Predomina a fermentação.
É observado na má-absorção de carboidratos, devido a fermentação parcial bacteriana dessas substâncias no intestino delgado.
O pH das fezes abaixo de 5,5 é sugestivo, mas a determinação não é válida se o paciente estiver tomando antibióticos orais (pois diminui a flora bacteriana).
Em lactentes, o pH varia de 5,0-6,0, pois ainda não desenvolveu flora bacteriana)

•pH alcalino:
Predomina a putrefação (liberação de amoníaco)
Em crianças entre 3 e 7 dias, o pH é normalmente elevado.

TÉCNICA: encostar um abaixador de língua ou bastão de vidro nas fezes e sujar uma tira de papel indicador de pH.



AVALIAÇÃO DA ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS – SUBSTÂNCIAS REDUTORAS

Técnica:
1.Colocar uma porção pequena de fezes em um tubo de ensaio;
2.Acrescentar 2 mL de reativo de Benedict;
3.Misturar bem e levar o tubo a um recipiente com água fervente;
4.Ferver por 1 minuto;
5.Observar a alteração de cor.



azul ou verde0
verde com precipitado amarelo+
amarelo a oliva++
marrom+++
alaranjado a vermelho++++

A reação será positiva para todos os monossacarídeos e dissacarídeos quando estão presentes nas fezes, com exceção da sacarose.

PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES

A pessoa elimina em torno de 2,0 a 2,5 mL de sangue pelo TGI diariamente. A eliminação de mais de 2,8 mL de sangue nas 24 horas é um sinal importante de hemorragia do TGI. Este teste rastreia úlcera gástrica, carcinoma de cólon, hemorróidas, fissuras, colite ulcerativa, diverticulite, hérnia, além de outras fontes de sangramento oculto.

PREPARO DO PACIENTE

-Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta adequada 4 dias antes da coleta. A dieta deve incluir, preferencialmente, grande quantidade de fibras. Deve-se evitar frutas e vegetais que possuam grande quantidade de peroxidase, como nabo, couve-flor, brócolis, rabanete. O paciente não deve comer cerne vermelha, nem mal passada. Não é recomendada a ingestão de álcool, aspirina ou vitamina C 2 dias antes do exame.

FATORES QUE INTERFEREM
-Drogas como salicilatos, ferro, esteróides, indometacina, ácido bórico, brometos, iodo, agentes oxidantes;
-Vegetais com atividade peroxidase e carne vermelha ou mal cozida;
-Não se deve coletar após maratonas e durante o período menstrual.

FUNDAMENTO
A pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material recentemente emitido ao laboratório.
A pesquisa é baseada na Reação de Meyer, a qual a fenolftaleína é reduzida pelo zinco para anidro ftálico que, oxidado pela água oxigenada, desprende oxigênio pela ação do sangue, transformando-se novamente em fenolftaleína, assumindo cor vermelha no meio alcalino.

METODOLOGIA
Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%. Passar 5 mL para um tubo de ensaio e juntar 1 mL de Reativo de Meye. Inverter várias vezes e acrescentar 3 a 4 gotas de água oxigenada.
A positividade da reação é considerada quando se desenvolve coloração vermelha imediata.


PESQUISA DE GORDURA NAS FEZES

Em uma dieta normal, a gordura nas fezes representa até 20% do total de sólidos. Os lipídios são medidos com ácidos graxos: < 7g/24 h.
Este é o teste padrão no diagnóstico da esteatorréia, que apóia o diagnóstico das síndromes de mal absorção.
As fezes típicas são espumosas, gordurosas, moles, pastosas e fétidas.

IMPLICAÇÕES CLÍNICAS
Aumentos da gordura fecal e dos ácidos graxos estão associados à síndrome de mal absorção:
- Doença Celíaca (Espru não-tropical)
- Doença de Crohn – colite ulcerativa
- Fibrose cística
- Enterite
- Insuficiência pancreática, biliar
- Remoção cirúrgica de uma seção do intestino

FATORES QUE INTERFEREM
Pode haver aumento da gordura neutra nas seguintes condições não patológicas:
-Uso de medicações como bário, bismuto, supositórios e medicações que diminuem a absorção de gorduras;
-Ingestão de óleo de rícino ou óleo mineral, maionese dietética de baixa caloria, dieta rica em fibras ou Metamucil;
-Período neonatal;
-Contaminação com urina;
-A amostra aleatória de fezes é de pouco valor diagnóstico.

PREPARO DO PACIENTE
O ideal é coletar amostras durante 48 a 72 horas. O paciente deve fazer uma dieta de 60 a 100g de gorduras, 100g de proteínas e 180 g de carboidratos, por 6 dias antes e durante a coleta. Após a coleta, o paciente deve seguir dieta normal.

PROCEDIMENTO
Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina. Acrescentar uma gota de álcool a 96% e uma gota de Sudam III a 1%.
As gorduras neutras apresentam-se sob a forma de pequenas gotículas muito refringentes e fracamente coradas pela bile. Coram-se de laranja pelo Sudam III. Os ácidos graxos apresenta-se sob a forma de agulhas finas longas e entrecruzadas. Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e assumem o aspecto de glóbulos.
Normalmente, aparecem 2 gotas de gorduras neutras por campo.

REATIVO DE SATOFF – SUDAM III
Sudam III_________________________________2g
Álcool a 96%___________________________10 mL
Ácido acético glacial_____________________90 mL

PESQUISA DE LEUCÓCITOS NAS FEZES
O exame microscópico de leucócitos nas fezes é útil na diferenciação de determinadas doenças bacterianas nas quais os leucócitos estão ausentes. Raramente é observado pus nas fezes.

IMPLICAÇÕES CLÍNICAS
Grande quantidade de leucócitos está associada a patologias como:
- colite ulcerativa crônica
- disenteria bacilar
-abscessos
-fístulas do sigmóide, reto e ânus
-Shigelose
-Salmonelose
-Yersinia
-diarréia por Escherichia coli entero-invasiva

Ausência de leucócitos está associada a:
-cólera
-diarréia inespecífica
-diarréia viral
-colite amebiana
-diarréia por E. coli não invasiva
-parasitas – Giardia, Entamoeba


PREPARO DO PACIENTE
-O laboratório deve explicar ao paciente o propósito do teste.
-O paciente deve trazer ao laboratório uma amostra aleatória de fezes.
-Procedimentos com bário e laxativos devem ser evitados por 1 semana antes do teste.
-A antibioticoterapia deve ser suspensa até a coleta.

METODOLOGIA
-Colocar uma gota de solução de Azul de Metileno de Löefler no centro da lâmina.
-Com o auxílio de um bastão de madeira ou um palito, peque uma pequena porção da amostra de fezes e misture completa e cuidadosamente com a gota de solução de azul de metileno. Dê preferência pela porção de fezes que tiver muco.
-Colocar uma lamínula sobre a mistura e deixar em repouso por 3-5 minutos para corar os núcleos.
-Observar no microscópio em campo de 40X.
-Focalizar 10 campos microscópicos, contando a eventual presença de leucócitos polimorfonucleares. Quando a soma for igual ou superior a 50 leucócitos em 10 campos, indica agressão do trato intestinal.

OBS: Pode-se utilizar também a coloração de GRAM.

Answer 2

já lhe disse que essa não e a minha área